内臓感覚の脳幹マップ - 貴陽市の点火コイル群

Nature volume 609、pages 320–326 (2022)この記事を引用

27,000 アクセス

7 引用

297 オルトメトリック

メトリクスの詳細

この記事に対する出版社の訂正は 2022 年 10 月 14 日に公開されました

この記事は更新されました

神経系はさまざまなコーディング戦略を使用して感覚入力を処理します。たとえば、嗅覚系は大きな受容体レパートリーを使用し、多様な匂いを認識するように配線されていますが、視覚系は物体の位置、形状、動きを高い精度で認識します1、2、3、4、5。外部感覚系と比較して、内受容神経系による感覚処理の基礎となる原理は依然として十分に定義されていません。今回我々は、身体から迷走神経やその他の入力を受け取る脳幹の感覚ゲートウェイである孤独路核（NTS）における内臓表現を理解するために、二光子カルシウムイメージング製剤を開発した。腸と上気道の刺激に焦点を当てたところ、個々の NTS ニューロンが特定の器官からの信号を検出するように調整され、体の位置に基づいて地形的に組織化されていることを観察しました。さらに、同じ器官からのいくつかの機械感覚入力と化学感覚入力は中心に集まります。感覚入力は、それぞれが異種の細胞タイプを含む、定義された位置を持つ特定の NTS ドメインに関与します。脳幹抑制の遮断により神経調整が広がり、内臓表現が混乱するため、NTS ではさまざまな臓器の空間表現が迷走神経軸索の選別のみで達成されるものを超えてさらに鮮明になります。これらの発見は、内受容入力を処理するために脳が使用する基本的な組織的特徴を明らかにします。

感覚回路は、基本的な物理的入力 (光の光子、音波、化学物質、機械的力) を複雑な刺激表現と知覚に変換します。画期的な発見は、神経回路が私たちの外部感覚システムのこれらの変換をどのように達成するかについての洞察を提供しました。例としては、嗅球の嗅覚受容体誘導マップ 1,2、体性感覚系の皮質ホムンクルス 6、情報が上昇するにつれてますます複雑な刺激の特徴を抽出する視覚システムマップ 3,4,5 が挙げられます。対照的に、内受容信号がどのように処理されるかについてはあまり理解されていません。

脳は体内の内臓から重要な感覚情報を受け取り、この情報を使用して呼吸、心拍数、血圧、腸の運動性などの重要な自律機能を調整し、気道の健全性を確保し、摂食、飲酒、吐き気の行動を調節します7、8。 9、10、11、12、13、14、15。主要な呼吸器、心臓血管、消化器信号は主に迷走神経によって脳に伝達されます。迷走神経には、感覚神経節に空間的に混在した数十種類の感覚ニューロンが含まれています11、12、14、15、16。たとえば、腸の感覚ニューロンは化学物質を検出し、伸びて摂取した食物の質と量を知らせ、栄養報酬の信号を送り、全身の代謝を調整し、食後の満腹感に寄与します9、10、13、15、17。。喉頭を支配する迷走神経感覚ニューロンは、同様の化学的および機械的合図を検出し、誤嚥から気道を守る防御反射を開始します 12,18。喉頭または胃腸管に同じ刺激を加えると、異なる生理学的および行動的反応が引き起こされます。これは、体内の刺激の位置が、下流の神経回路によって解読されなければならない重要な特徴であることを示唆しています。

迷走神経感覚軸索は頭蓋骨を横切り、主に内受容および味覚情報を伝達する脳幹の大きな感覚ハブである NTS を標的とします 19,20。迷走神経および他の頭蓋求心性神経の中心軸索は、遺伝的手法または組織標的色素注入によって視覚化されるように、NTS 投影で何らかのトポグラフィーを示します 7、8、9、14、15、21、22。たとえば、味覚情報は吻側で処理されるのに対し、内受容情報は尾側で処理されます19。しかし、迷走神経軸索路の追跡では、精巧な樹状突起を持ち、遠くから感覚軸索と接触する可能性があるNTSニューロンで発生する可能性のある応答特性や入力変換は明らかになりません20、23、24。 in vivo電気生理学やcFos免疫組織化学などの他の古典的なアプローチは、NTS応答に対する重要な洞察を提供しました20、23、24、25、26、27。しかし、技術的な限界により、これらの研究は、さまざまな内受容刺激に反応する NTS ニューロンの組織化について矛盾する結論を導き出しました 20、24、28。ここでは、胃腸管と上気道からの古典的で明確に定義された感覚入力に焦点を当て、内臓感覚コーディングの基本的な特徴を明らかにします。

我々は、複数の内臓刺激に対する個々の NTS ニューロンの応答の大規模並列、空間分解能、リアルタイム解析を可能にする、マウスにおける in vivo 二光子カルシウムイメージング製剤を開発しました。我々は、ニューロンの構成的発現を駆動するプロモーターを備えたアデノ随伴ウイルス（AAV）を介して投与される、核局在型赤方偏移カルシウムインジケーター（ヒストンH2Bと融合したjRGECO1a）29,30を使用しました。核局在カルシウムインジケーターは広く使用されており、神経網からのバックグラウンドシグナルを除去し、内受容反応の測定と互換性のある反応振幅と反応速度を表示します29,30（拡張データ図1a〜f）。脳の動きのアーティファクトは、覚醒しているマウスではイメージングを妨げましたが、頭蓋窓を移植した後の麻酔下では無視できました（補足ビデオ1）。小脳の一部を外科的に切除した後、脳幹の背側表面を露出させ、尾側の広いNTS領域と深さ（509×509×320μm）にわたって二光子顕微鏡検査を実施した。このプラットフォームにより、約 2,800 個のニューロンの同時記録と器官表現の 3 次元マッピングが可能になりました (補足ビデオ 2)。

私たちは最初に、NTS ニューロンを活性化する古典的な内受容刺激である胃拡張に対する反応を観察することで、NTS カルシウムイメージングを検証しました (図 1a–d)。外科的に埋め込まれたバルーンによる腺胃の機械的膨張により、NTS ニューロンにカルシウム過渡現象が誘発されました。反応の再現性は高く、マウスの食事の量（約300μl）に匹敵する生理学的レベルで発生しました（図1dおよび拡張データ図2a、b）。反応は用量依存性であり（図1d）、胃拡張の増強により、反応するニューロンの数と個々のニューロンの反応強度の両方が増加しました。 K 平均法クラスタリングにより、急速またはゆっくり適応として割り当てられる 2 つの応答タイプが明らかになり、個々のニューロンの応答動態は試験全体で一貫していました (図 1c および拡張データ図 2)。尾側NTSで観察された胃膨張反応はすべて、両側横隔膜下迷走神経切開後に消失しました（図1d）。これは、観察された反応が迷走神経感覚ニューロンによって伝達されていることを示しています。

a、NTS の 2 光子カルシウムイメージング (左) と胃バルーン拡張 (右) を描いた漫画。 b、ベースラインおよび胃の伸展中のH2B-jRGECO1a蛍光の代表的な二光子NTS画像、横断面。緑色の矢印は反応性ニューロンを示します。 M、内側。 R、吻側。 c、40秒間の胃ストレッチ（600μl）に対する観察されたすべてのNTSニューロン応答（正規化されたピークΔF/F）を示すヒートマップ。 K 平均クラスタリングにより、19 匹のマウスからのゆっくりと適応するニューロン (上: 548) または急速に適応するニューロン (下: 696) が定義されました。 d、横隔膜下迷走神経切除術の前後の胃拡張（150、300、600および900μl）に対するNTS応答（188ニューロン、2匹のマウス）を示すヒートマップ。 e、口腔バルーン膨張（200μl）、喉頭水灌流、胃膨張（150、300、600および900μl）、十二指腸膨張（90μl）の一連の刺激に対する観察されたすべてのNTSニューロン応答（1,133ニューロン、6匹のマウス）を示すヒートマップ、115および140μl）、空腸拡張（90、115および140μl）および盲腸拡張（100、250および350μl）。 f、eの任意の刺激に応答するすべてのニューロンにわたる各刺激ペアの最大ΔF/Fの相関係数行列。 g、高塩類(10×PBS)、水またはクエン酸(25mM、pH2.6)の連続喉頭灌流に対する観察されたすべてのNTSニューロン応答(484ニューロン、4匹のマウス)を示すヒートマップ。応答は 2 つの試験の平均値です。 h、g のすべての反応性ニューロンにわたる各刺激ペアの最大 ΔF/F の相関係数 (R) (左、6 × 6 ボックス)、または喉頭水を含む e の刺激ペアと、すべての臓器の各臓器における最高の伸張刺激の最大 ΔF/F の相関係数 (R)それらの刺激に応答するニューロン (右、1 × 6 列)。スケールバー、100 μm (b)。白いバー、10 秒 (c–e、g)。

ソースデータ。

次に、複数の内受容刺激に対する反応を調べることにより、個々の NTS ニューロンの調整特性を調査しました。内臓 NTS は、身体のさまざまな場所から、さまざまな機械的、化学的、浸透圧的、熱的な刺激を受けます。したがって、可能な限り刺激のモダリティを一定に保ちながら、最初は刺激の位置を変更しました。機械感覚刺激の位置、タイミング、大きさを正確に制御し、繰り返し適用することができます。したがって、同じマウスの口腔、胃、十二指腸、空腸、盲腸の局所的な組織膨張を通じて機械感覚ニューロンを活性化しました。マウスでは喉頭のサイズが小さいため、喉頭の拡張が達成されなかったため、代わりに、迷走神経求心性神経を活性化することがよく特徴付けられている独特の感覚様式である水の灌流によって喉頭ニューロンが活性化されました12、18、27。尾側NTSの各刺激に対する反応が観察され、より多くのニューロンが胃の膨満、十二指腸の膨満、または喉頭の水を検出した（それぞれ、全反応ニューロンの約62％、20％、4％）。口腔、空腸、または盲腸の膨張に反応するニューロンは少なかった（それぞれ約1％、図1eおよび拡張データ図3a〜eおよび4）。注目すべきことに、反応性ニューロンの大部分（89.8％、1,133ニューロン中1,018、マウス6匹）は、特定の器官から発せられる信号によって選択的に刺激されました（図1eおよび拡張データ図3a-e）。 2つ以上の臓器入力に応答するニューロンは、実験全体で確実に観察されましたが、まれであり、胃と十二指腸の両方の拡張に応答する最も一般的な二重調整ニューロンでした（拡張データ図3d）。さらに、2つ以上の器官入力に対して有意な応答を示したニューロンでさえ、通常、そのうちの1つに対してより強く応答しました（拡張データ図3f、g）。同じ臓器内の異なる強度の刺激に対するニューロンの反応は、異なる臓器内の刺激に対する反応（R = 0.10）よりも相関性が高かった（R = 0.60）（図1f）。

単細胞トランスクリプトミクス研究により、NTS にはいくつかのクラスの興奮性ニューロンと抑制性ニューロンを含む多様な細胞型が含まれることが明らかになりました 31。他の感覚系の抑制ニューロンは、多くの場合、広範囲に調整されています 32,33。したがって、NTS 抑制性ニューロンと興奮性ニューロンの寄与を区別するために、Cre 依存性 Gfp 対立遺伝子も含む Slc32a1-ires-cre (Vgat-ires-cre としても知られる) マウスでカルシウム過渡現象を測定しました。抑制性ニューロンは、テストされた各内臓刺激によって関与し、GFP 陰性ニューロンまたは全体的な NTS 集団と著しく類似した調整特性を示しました (拡張データ図 5)。したがって、さまざまな器官からの感覚入力は、興奮性と抑制性の両方の NTS ニューロンのほぼ個別の集合体を活性化します。

また、特定の生理学的機能に以前から関連付けられている NTS ニューロンおよび/またはニューロンタイプの異なる部分集団を標識する以下の 9 匹の Cre マウスのコレクションも入手しました: (1) Th-cre、(2) Cartpt-ires-cre、(3) ) Calcr-ires-cre、(4) Pdyn-ires-cre、(5) Tac1-ires-cre、(6) Penk-ires-cre、(7) Gcg-cre、(8) Sst-ires-cre、および(9) Crhr2-ires-cre。胃の伸展と腸の伸展は、各Creラインで標識されたNTSニューロンを活性化しました（拡張データ図6）が、いくつかのケースで量的な違いが認められました。特に、Crhr2-ires-cre マウスで標識されたニューロンは内側に濃縮されており、十二指腸の伸張に対してより頻繁に反応しました。対照的に、Th-cre マウスで標識されたニューロンは、より側方に集中しており、十二指腸の伸張に対してあまり反応しませんでした。まとめると、これらの結果は、異なる内臓入力が不均一な細胞型の組み合わせに関与する可能性があり、これらの Cre で定義された細胞型のそれぞれが異なる感覚表現にわたって動員されることを示しています。

次に、NTS が同じ器官からの異なる感覚様式をどのように表現するのかを尋ねました。私たちは、以前の in vivo 電気生理学的研究 18,27 との比較を可能にする喉頭と腸に焦点を当てました。喉頭を支配する迷走神経感覚ニューロンは、水、塩分、酸などのさまざまな化学的攻撃を検出し、誤嚥から気道を守る防御反射を開始します12。 NTS イメージングセッション中、声帯の下にカニューレが埋め込まれ、生理食塩水が低速 (500 μl min–1) で喉頭に灌流されましたが、これによりバックグラウンドの機械的反応は引き起こされませんでした。流量を変えることなく、刺激溶液を水、高塩類 (10x PBS)、またはクエン酸 (25 mM、pH 2.6) に切り替えると、堅牢で再現性のある NTS ニューロン応答が観察されました。まれなNTSニューロンは特定の喉頭刺激に対して選択的反応を示しましたが（拡張データ図3h）、大多数はテストしたすべての刺激に関与しました（図1g、hおよび拡張データ図3h、i）。ニューロン反応は、喉頭水と他の臓器の刺激（R = 0.07）よりも、同じ（R = 0.62）または異なる（R = 0.47）喉頭刺激を繰り返し適用した場合の相関が良好でした。 NTS ニューロンは、迷走神経感覚ニューロンよりも喉頭刺激に対してより広範囲に同調しています 12,18 。これは、信号が脳に上昇するときに感覚情報が収束していることを示しています。喉頭信号の統合により、さまざまな気道の脅威がどのようにして共通の気道防御運動プログラムを誘発するのかについて回路ベースの説明が得られる可能性がある。

次に、満腹感を誘発する 2 つの刺激である腸のストレッチと腸の栄養素の NTS 表現を比較しました9,10,13,15,17,34。近位十二指腸への急性グルコース適用（ハンクス平衡塩類溶液（HBSS）中300 mM、100 μl、遠位1.5 cmの出口ポート）は、動物全体で一貫してNTSニューロンを活性化しました（拡張データ図4c）。対照的に、HBSS 単独では反応しませんでした。これは、この少量のボーラスでは機械感覚ニューロンを誘発するには不十分であることを示唆しています。我々は、腸内ブドウ糖が専用の応答経路と、浸透圧刺激などにより広範囲に同調している他の非機械感覚ニューロンの両方を活性化する可能性があることに注目しています8,10,34。 NTS では、腸内ブドウ糖と腸の伸張に対する反応がある程度収束していることが観察されました。グルコース反応性 NTS ニューロンの 42.2% は十二指腸の膨張によっても活性化され、十二指腸膨張反応性ニューロンの 31.0% もグルコースによって活性化されました (拡張データ図 4d)。また、グルコース応答性 NTS ニューロンのより小さなグループが胃の膨満を検出したことにも注目しました。しかし、グルコース応答性ニューロンは、NTS ニューロン全体と比較して、胃の伸張よりも十二指腸の伸張に反応する可能性が 6.8 倍高かった。この結果は、信号の収束がランダムではなく、何らかの器官選択性を示していることを示しています。十二指腸内の機械的および化学的信号は、異なる迷走神経感覚ニューロンを活性化しますが、重複する NTS ニューロン 8,14,34 は、脳幹で生じる高レベルの収束を示しています。このような部分的な信号収束は、ポリモーダルニューロンが両方の刺激によって引き起こされる共通の生理学的および行動的効果を媒介する一方、より選択的なNTSニューロンがモダリティの識別を維持するという経済的な設計を反映している可能性があります。まとめると、我々のデータは、NTS には、異なる臓器からの刺激をコード化するほぼ離散的なニューロン集団が含まれており、場合によっては、同じ臓器からの複数の刺激が関与する少なくとも部分的に重複するアンサンブルが含まれていることを示しています。

in vivo カルシウムイメージングは、ニューロンの調整特性を明らかにすることに加えて、1 回の実験で大きな NTS 領域全体にわたる数千の応答ニューロンに関する正確な空間情報を提供します。迷走神経神経節では、さまざまな臓器からの入力を検出するニューロンが塩胡椒のように混在しています 8,14。対照的に、我々はここで、近くのニューロンが同様の応答特性を示す、NTS 内に生じる顕著な空間秩序を観察しました。胃の伸展反応性ニューロンは、後柱核によって側方に隣接するNTS領域に集中しており、NTSを活性化しない皮膚刺激に反応し（拡張データ図7a）、前後軸に沿って最も蔓延していました。後部領域の前方境界付近（図 2a）。

a、H2B-jRGECO1a 蛍光の代表的な二光子 NTS 画像（横断面図、画像は同様の方向を向いています）。喉頭水（100 μl）、胃の伸展（150、300、600、900 μl）に対する最大反応に基づいてニューロンが色分けされています。 μl）または十二指腸ストレッチ（90、115、および140μl）。 DCN、後柱核。 AP、エリアポストリーマ。スケールバー、100 μm (a)。 b. ニューロンの位置が応答タイプごとにグラフ化されています。軸の原点: 胃の伸張反応性ニューロンの重心。以下の数のニューロンとマウスが分析されました: 口腔-胃: 1,204 ニューロン、11 マウス。喉頭〜胃: 10,610 個のニューロン、57 匹のマウス。十二指腸-胃: 28,556 個のニューロン、107 匹のマウス。空腸-胃: 13,050 個のニューロン、66 匹のマウス。盲腸-胃: 415 個のニューロン、9 匹のマウス。カラースケールはニューロン密度を表します (方法)。軸長150μm。 M、内側。 R、吻側。 c、NTS内のさまざまな臓器反応ドメインの相対位置を示す概略図。 d、ニューロンの位置が応答タイプごとにグラフ化されています。軸起点: 十二指腸グルコース (300 mM、HBSS) に応答するニューロンの中心。 n = 425 ニューロン (左) または 97 ニューロン (右)、マウス 2 匹。ｅ、十二指腸または胃の伸展に応答するニューロンから、十二指腸グルコースに応答するニューロンの分離の定量化。平均±標準誤差、**P < 0.0001、両側マンホイットニー検定。「偏析指数の計算方法」を参照してください。 f、胃腸管内のバルーン拡張部位を描いた漫画。 g、ニューロンの位置は、応答タイプと軸の原点、つまり十二指腸伸張反応性ニューロンの重心によってグラフ化されています。以下のニューロンとマウスの数が分析されました。左: 14,981 ニューロン、71 マウス。中央: 2,846 個のニューロン、53 匹のマウス。右: 280 個のニューロン、7 匹のマウス。軸長150μm。ｈ、十二指腸伸展に応答するｇにおける他の刺激に応答するニューロンからの分離の定量化。平均±sem、****P < 0.0001、クラスカル・ワリス有意差検定後のダンの多重比較検定。

ソースデータ。

胃の伸展に反応する NTS ニューロンの位置は、他の刺激に反応するニューロンの位置を比較するための解剖学的ランドマークとなりました。十二指腸の伸張に反応するニューロンは、NTSと後領域の境界近くのより内側に位置していました（図2a）。胃と十二指腸の伸張に選択的に反応するすべてのニューロンの空間分布を分析したところ、1視野あたり約60μmの重心分離が明らかになり、より深く腹側のNTS領域では分離がより顕著になった（拡張データ図7c–e）。）。胃および十二指腸の伸張に反応するニューロンの相対位置は定型化されており、動物間で簡単に特定され、麻酔薬全体で保存されていました（図2aおよび拡張データ図1g–i）。他の脳マップで一般的に観察されるように、胃レシピエントニューロンと腸レシピエントニューロンがドメイン間の境界で混在しているため、メソスケールの秩序といくつかのミクロスケールの不均一性が観察されました。同様の分析により、口腔、喉頭、空腸、盲腸からの刺激によって活性化されるニューロンも、胃の伸展に反応するニューロンとは離れて位置していることが明らかになりました（図2bおよび拡張データ図7b、f）。一般に、NTSにおける臓器の表現は体内の物理的な位置を反映しており、より前方の臓器はNTSのより吻外側の領域に表現されています（図2b、c）。したがって、胃腸管および上気道からの内臓入力は、ホムンクルスに類似した形状をとる脳幹マップに編成されます。

器官表現間の空間的分離とは対照的に、単一の器官からの複数の入力が収束することが観察されました。腸のブドウ糖と十二指腸の伸張に選択的に反応するニューロンは同じドメイン内に混在しており、一般に胃の伸張に反応するニューロンとは分離されていました（図2d、e）。さらに、空腸刺激の適用が十二指腸刺激から約40および90 mm離れていたにもかかわらず、空腸のより離れた腸領域の伸長に応答するNTSニューロンは、十二指腸伸長に応答するニューロンからの空間的分離が低いことを示しました（図2f-h）。これは、わずか約 3 mm しか離れていない十二指腸と胃の伸展のより分離された表現とは顕著な対照を成しています。同様に、約3 mm離れた異なる胃領域の膨張に反応するニューロンも、低い空間分離を示しました（拡張データ図7g–i）。したがって、異なる器官からの刺激を分離し、同じ器官からの異なる入力を集中させることができます。消化管からの機械感覚信号は、空間内の絶対位置よりも臓器によって顕著に表され、これは、NTS が少なくとも一部の内臓刺激に対して連続マップではなく離散マップを使用していることを示唆しています 36。

次に、NTS における内臓表現の空間的分離の根底にあるメカニズムを特定しようとしました。まず、臓器からの迷走神経感覚軸索の位置と、その臓器に応答する NTS ドメインを比較しました。 Slc17a6-ires-cre マウス (Vglut2 としても知られる) の胃、腸、または喉頭に AAV1-Cag-Flex-synaptophysin-Gfp を注射することにより、迷走神経軸索のシナプス前末端を視覚化したマウスで NTS カルシウムイメージングを実行しました。 ires-cre マウス）により、迷走神経感覚ニューロンの >99% への遺伝的アクセスが可能になりました 7。各臓器の迷走神経軸索の中心末端は、NTS内で何らかの組織化を示しましたが、その臓器からの刺激に応答するNTSニューロンは、対応する軸索末端の位置だけでは予測できませんでした（拡張データ図8a-g）。胃、喉頭、腸の迷走神経感覚ニューロンには、異なる NTS ターゲティングパターンを持つさまざまな機械受容体と化学受容体が含まれているため、遺伝的に定義された迷走神経感覚ニューロンサブタイプの軸索を同時に視覚化しながら、NTS 応答を画像化しました。特に、GLP1R と GPR65 は、(1) 主にそれぞれ腸の機械受容体と化学受容体として機能し、(2) 空間的に離散的な NTS 投影を表示する、迷走神経感覚ニューロンの離散的な集団を標識します 8。 Glp1r-ires-cre または Gpr65-ires-cre マウスの胃に AAV1-Cag-Flex-シナプトフィジン-Gfp、NTS に AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a を注射しました。胃の伸張反応性ニューロンは、胃GPR65ニューロンよりも胃GLP1Rニューロンの軸索ボタンに近いことが観察されました（拡張データ図8h–k）。しかし、迷走神経軸索と反応性NTS細胞体の位置は完全には一致していませんでした（拡張データ図8l）。これらの発見は、NTS の高次処理と樹状突起組織も入力分離に寄与している可能性を高めます。

抑制性ニューロンは脳領域全体にわたるニューロン反応の鮮明化に寄与しており 32,33 、抑制性ニューロンは NTS 全体に分布しています (拡張データ図 5)。内臓表現のパターン化における抑制性ニューロンの役割を調べるために、我々はまず、NTS イメージングのコンテキストで抑制性ニューロンを活性化しました。 Vgat-ires-cre;Rosa26-lsl-Gfp-L10a マウスの NTS に、クロザピン N-オキシド (CNO) に応答するデザイナー受容体 (hM3Dq) をコードする Cre 依存性遺伝子を含む AAV と、 Cre 非依存性 H2b-jRGECO1a 対立遺伝子。同じマウスへの CNO 注射の前後で、内臓刺激に対する GFP 陰性ニューロンの NTS 応答が記録されました。 NTS抑制性ニューロンの化学遺伝学的活性化により、胃と十二指腸の両方の伸張に反応するニューロンの振幅と数の両方が抑制されることが観察されました（図3a、b）。この結果は、局所的な抑制が迷走神経入力ゲーティングに寄与しているという考えと一致しています 37。

a、Vgat-ires-cre;Rosa26-lsl-Gfp-L10a マウスに AAV8-Syn-DIO-HA-hM3dq-ires-mCitrine および AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a を NTS に注射しました。 NTS イメージングは、CNO 投与の前後で GFP 陰性興奮性ニューロンに対して実行されました (下)。対照マウス（上）はhM3Dqの発現を欠き、代わりに生理食塩水を注射した。ヒートマップは、胃の伸長 (150、300、600、および 900 μl) および十二指腸の伸長 (90、115、および 140 μl) に対する反応を示しています。 n = 869 ニューロン、3 匹のマウス (上) または 673 ニューロン、5 匹のマウス (下)。 b、生理食塩水またはCNOの注射後のaからのニューロンのピークΔF/Fの平均変化。サンプルサイズ (左から右、上): 726 個のニューロン、3 匹のマウス。 507 個のニューロン、5 匹のマウス。 (左から右、下): 94 個のニューロン、3 匹のマウス。 92 個のニューロン、5 匹のマウス。 ****P < 0.0001、両側マンホイットニー検定。 c、NTSなし（左上：16,222ニューロン、103マウス、右上：7,919ニューロン、73マウス）またはNTSあり（左下：1,168ニューロン、5マウス、右下：1,442ニューロン、5マウス）で観察されたすべてのNTS応答を示すヒートマップ-GABAA受容体拮抗薬ビククリンの局所投与。胃拡張（150 および 300 μl）、十二指腸拡張（90、115 および 140 μl）、および喉頭水灌流（100 μl）について応答を測定し、各応答ニューロンのピーク ΔF/F を 100% に正規化しました。各ヒートマップのニューロンは、胃の伸張（上）と十二指腸の伸張/喉頭水（下）に対する反応の偏りによって分類されています。 d、cのすべての反応性ニューロンにわたる各刺激ペアの最大ΔF / Fの相関係数行列（上：11,795ニューロン、73マウス、下：1,806ニューロン、5マウス）。ｅ、ｃからのＮＴＳニューロンの応答（閾値を上回る最大ΔＦ／Ｆ；方法）。 n = 条件ごとにランダムに描画されたニューロン 400 個、1,600 個のうち 2 個が範囲外。白いバー、10 秒 (a、c)。

ソースデータ。

次に、GABAA 受容体拮抗薬ビククリンの NTS 局所注射の有無にかかわらず、NTS ニューロン応答を画像化することで阻害をブロックしました。阻害を遮断するとNTS反応が拡大し、多くのニューロンが胃と十二指腸の両方の伸張、または胃の伸張と喉頭水の両方に反応するようになりました（図3c〜e）。異なる器官からの刺激のすべてのペア間の平均相関係数は、ビククリン処置動物では -0.12 から 0.42 に増加しました。反応の広がりは、興奮性ニューロンと抑制性ニューロンの両方で同様に観察されました (拡張データ図 9)。以前に報告されたように 38、NTS における GABAA 受容体遮断により呼吸数が大幅に減少しました。おそらく、異所性感覚入力による呼吸制御回路の関与が、呼吸パターンの変化に寄与しているのでしょう。

抑制がどのように自然に作用するかを調べるために、胃と十二指腸を同時に伸ばし、各臓器を単独で膨張させた場合の反応を比較しました。私たちは、多くの神経反応において抑制が顕著な特徴であることを観察しました。胃も同時に膨張すると、十二指腸の膨張に対する反応は 29.0% のニューロンで一貫して抑制されました。逆に、胃反応性ニューロンの17.4％は十二指腸の伸張によって阻害されました（図4a）。反応抑制は用量依存性であり（図4b）、胃の伸展が強化されると十二指腸反応のより強力な抑制がもたらされました。抑制されやすいニューロンは、明らかな位置的分離なしに、同じ刺激に応答する他のニューロンと混在していました（拡張データ図10a）。他の臓器ペアを含む交差阻害研究では、胃拡張も同様に空腸拡張に対する反応を抑制するが、喉頭水反応の抑制にはあまり有効ではないことが明らかになり、交差阻害に少なくともある程度の選択性があることが示唆されています（拡張データ図10）。これらの発見は、NTS ニューロンが信号を受信する器官に基づいた顕著な空間パターンを示すことを示しています。空間パターン形成は迷走神経軸索選別のみで達成できるものを超えて強化されており、側方抑制は少なくとも一部の NTS ニューロンの選択的調整に寄与する重要な機能です。

a、一連の刺激を繰り返し、反応を平均して、胃のストレッチ（600μl）、十二指腸のストレッチ（115μl）、および胃と十二指腸の同時ストレッチを連続的に適用している間に、NTSニューロンでカルシウム応答を記録しました。十二指腸の伸張（左、176 ニューロン）または胃の伸張（右、544 ニューロン）を選択的に検出したニューロンは、胃と十二指腸の同時伸張による抑制を示す 2 つのグループに分類されました（混合 < 単一、左：51 ニューロン、右：94 ニューロン））またはしなかった（混合 ≈ 単一; 左: 125 ニューロン; 右: 450 ニューロン、5 匹のマウス）。各クラスの応答ニューロンの平均トレース (上) またはヒートマップ (下) が個別に示されており、各応答ニューロンのピーク ΔF/F は 100% に正規化されています。白いバー、10 秒。 b、記載されている6つの刺激（左）および0、300、600、900、900、600を同時に適用した別の一連の8つの十二指腸ストレッチに対する反応を示したaからの個々のニューロンの経時的な正規化されたΔF / Fを示す代表的なトレース。 300 μl および 0 μl の胃のストレッチ (右)。

ニューロンマップは、さまざまな刺激の特徴を表すためにいくつかの感覚系で使用される特徴的な回路モチーフです4、5、6、35、39、40、41、42、43、44。おそらく、同様に応答するニューロンを空間的にグループ化することで、神経回路の配線が容易になり、節約されると考えられます45。いくつかのマップは、げっ歯類のバレル皮質における体性感覚ホムンクルスやひげ表現など、刺激の位置をコード化しています6,41。他のマップは、音のトーンや構造を報告する聴覚マップや視覚野のカラーマップなど、刺激の同一性や品質をコード化しています40,44。今回、我々は、脳幹内のニューロンの位置が体内の感覚部位を反映している、胃腸管と喉頭からの内臓入力に関する脳幹の印象的な地形図を明らかにした。また、NTS 反応を鮮明にし、異なる内臓信号を伝達する近くのニューロン間のコントラストを増幅する際の阻害の重要な役割も明らかにしました。他の感覚系における抑制により、効率的な刺激コントラストとトップダウン制御が可能になります 32。ここで、阻害をブロックするとニューロンの調整が広がります。これは、多くの NTS ニューロンが複数の情報ストリームを処理する潜在的な能力を持っていることを示しています。

NTS マップは、迷走神経節の分散したニューロン表現から生じます 8,14。脳幹における空間構成の起源は、同じ化学感覚受容体を発現する一次嗅覚ニューロンが分布している嗅覚系の末梢処理と類似点を共有しており、その後、空間秩序が嗅球に新たに生じます1,2。さらに、二次嗅覚ニューロン (僧帽細胞) の応答は、主に空間、それらが神経支配する嗅球糸球体、およびそれらが入力を受け取る嗅覚受容体によって定義されます。ここで我々は、位置も NTS ニューロン応答の重要な決定要因であることを示しました。多くの重要な研究では、遺伝的ツールを使用して NTS 細胞型を描写しています10、46、47、48、49、50、51、52、53、54、55。今回我々は、各刺激が不均一な NTS 細胞型の組み合わせを活性化することを報告するが、動員される細胞型の頻度は刺激によって異なる可能性があり、局所的な NTS 位置を持つ 2 つの細胞型で特に顕著である。したがって、NTS ニューロンの機能を理解するには、転写の同一性だけでなく細胞の位置も考慮することがさらに重要であると考えられます。我々のデータは、NTSには特定の感覚入力に対して空間的に定義されたドメインが含まれており、各入力定義ドメインは多様で共通に共有されるタイプのトランスクリプトーム定義細胞で構成されていることを示しています。私たちの発見は、体性感覚皮質、運動皮質、および脊髄を彷彿とさせます。これらのすべてには、異なる体性局所領域に対応する柱全体に水平に分布した多様な細胞タイプが含まれています56、57、58。

情報が神経回路を通過するにつれて、感覚系全体でマップの複雑さが変化する可能性があります。情報が網膜から視覚野に伝達されるにつれて、視覚系のニューロンはますます複雑な刺激の特徴を抽出します 3,4,5。対照的に、嗅覚系は嗅球内に精巧な受容体誘導マップを形成しますが、嗅皮質の空間構造は無視されます1,2,43。今回我々は、内受容感覚系も脳幹に顕著な空間構成を生成することを示した。マップがどのように変換されるか、および各脳領域で発生または消失する主要なコーディング機能を理解することは、回路計算におけるその脳領域の役割、より一般的には脳が情報をどのようにエンコードするかを決定するために不可欠です。

すべての動物手順は、実験動物の管理と使用に関する NIH ガイドに概説されている倫理ガイドラインに従い、すべてのプロトコルはハーバード大学医学部の施設内動物管理使用委員会によって承認されました。動物は、12 時間の明暗サイクルで一定の温度 (23 ± 1 °C) および相対湿度 (46 ± 5%) で維持されました。この研究で使用されたマウスは、性別および混合遺伝的背景を持つマウスでした。 Glp1r-ires-cre (029283)、Gpr65-ires-cre (029282)、および Crhr2-ires-cre (033728) マウスは以前に研究室で作製されており、現在はジャクソン研究所で入手可能です。 Slc17a6-ires-cre (Vglut2-ires-cre、028863)、Slc32a1-ires-cre (Vgat-ires-cre、028862)、Rosa26-lsl-Gfp-L10a (024750)、Tac1-ires-cre (021877)、 Pdyn-ires-cre (027958)、Penk-ires-cre (025112)、Cartpt-ires-cre (028533)、Sst-ires-cre (013044)、Th-cre (021877) および Gcg-cre (030542) マウスジャクソン研究所から購入しました。

核局在化jRGECO1a（AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a）のニューロン発現のためのAAVを構築するために、jRGECO1aをコードする配列をpAAV-Syn-NES-jRGECO1a（Addgene、100854）からクローニングし、pAAV-Syn-H2b-に挿入しました。 Gcamp6f (Addgene、74144) は、GCaMP6f をコードする配列を置き換えます。簡単に説明すると、jGRECO1a 遺伝子を PCR (フォワードプライマー: ATAATAGGATCCACCAGTCGCCACCATGGGTTCTCATCATCATCATCATCATCATGGTATGG; リバースプライマー: ATAATAAAGCTTCTCGAGTGGATCATCTGCAGAATTCTCTAGATCGCGAACTAGTGATCCGGTCACTTCGCTGTCATCATTTGTACAAACTC) によって増幅しました。 jGRECO1 PCR産物およびpAAV-Syn-H2b-Gcamp6fを切断し(BamHIおよびHindIII)、一緒にライゲーションした。得られたプラスミドは検証のために配列決定され、ボストン小児病院ウイルスコア施設によるウイルスの調製に使用されました。

マウス背側迷走神経複合体の単一核の公開されたトランスクリプトミクスデータ 31 は、配列深度が最も大きい 8 つのライブラリ (31S、20W、34W、14V、36S、40S、39S、および 25V) を使用して分析されました (拡張データ図 6)。 19,481 個のニューロン (13,630 個の NTS ニューロンを含む)。 Allen Brain Atlas の RNA in situ ハイブリダイゼーションデータで明らかになった特徴的な遺伝子の発現パターンに基づいて、ニューロンクラスターを NTS またはその他の尾側脳幹領域に割り当てました。各ライブラリーの固有の転写産物のカウント行列は、Seurat59 の関数 SCTransform による正則化負の二項回帰を使用して正規化されました。次に、各ライブラリの変換されたカウント行列が結合され、主成分分析、次元削減、およびクラスターの識別が実行されました。分析とデータの視覚化は、R (v.4.1.1) の Seurat (v.4.0.5) を使用して実行されました60,61。

若い (2 ～ 5 週齢) マウスに麻酔をかけ (65 mg kg-1 ケタミン、13 mg kg-1 キシラジン)、小動物用定位固定フレーム (David Kopf Instruments) に置きました。 NTS への直接曝露は軽微ではあるが避けられない組織炎症を引き起こしたため、NTS には斜め注射 (垂直から 25°、後方に傾けて) によってアクセスしました。３回の注射（片側）または５回の注射（両側）を、それぞれ、正中線の外側０．３６ｍｍ、０ｍｍおよび０．１２ｍｍ、ならびにブレグマの後方４．４０ｍｍ、４．６５ｍｍおよび４．９０ｍｍに行った。若いマウスの場合、ブレグマからラムダまでの距離を測定し、吻側尾軸に沿った注射座標をスケールして、ブレグマからラムダまでの距離 4.2 mm の座標に対応させました。ガラスピペットを、最も吻側の注射の場合は 4.8 ～ 5.0 mm、その他の部位の場合は 4.3 ～ 4.8 mm の深さまでゆっくりと下げました。 AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a (1 ml あたり 0.6 ～ 1.3 × 1013 ゲノム)、AAV8-Syn-DIO-HA-hM3dq-ires-mCitrine (Addgene 50454-AAV8、1 ml あたり 1.9 × 1013 ゲノム)、AAV1-を含むウイルス溶液Syn-Gcamp6m (Penn Vector Core、CS1114、1 ml あたり 7.0 × 1012 ゲノム) または AAV9-Cag-Flex-Gfp (Addgene 51502-AAV9、1 ml あたり 3 × 1012 ゲノム) を注入しました (1 回あたり 150 nl、2 nl 秒1) Nanoject III インジェクター (Drummond) を使用します。マウスは機能イメージングまでに 10 ～ 21 日間回復しました。対照実験も生後5週目にAAVを注射した動物で行われ、同様のNTS応答が生体内イメージング中に観察されました（拡張データ図1d〜f）。

AAV1-Cag-Flex-synaptophysin-Gfp は、ベイラー医科大学知的発達障害研究センター神経接続コア施設およびボストン小児病院ウイルスコア施設によってパッケージ化されました。血清型 1 AAV は、他の末梢感覚ニューロンを高効率で逆行的に標識します 62、63、64。若い Vglut2-ires-cre、Gpr65-ires-cre、または Glp1r-ires-cre マウスに麻酔をかけました (65 mg kg-1 ケタミン、13 mg kg-1 キシラジン)。小さな腹部切開を通して胃と十二指腸を露出させた。胃については、ハミルトン注射器を使用して、腺胃壁にAAV1-Cag-Flex-シナプトフィジン-Gfpを約40回注射した(合計10μl)。十二指腸については、Nanoject III インジェクター (Drummond) を使用して、十二指腸の最初の 1 ～ 1.5 cm に AAV1-Cag-Flex-synaptophysin-Gfp を約 5 回注射しました (合計 500 nl、5 nl s-1)。首の腹側にある小さな正中切開を通して喉頭を露出させ、胸骨舌骨筋を収縮させた。約 5 回の注射 (合計 300 nl、5 nl s-1) を、甲状軟骨の前端と軟骨下の最初の輪の間の喉頭壁に行いました。注射後、こぼれた液体を吸収するために組織を外科用スポンジで洗浄した。切開部は縫合糸で閉じられ、マウスはカルシウムイメージングまで少なくとも 20 日間回復しました。

マウスにウレタン麻酔（少なくとも20分間隔で2回の腹腔内注射で2 mg g-1を行い、2回目のウレタン注射の少なくとも20分後に手術を開始）またはイソフルラン吸入（最初の腹腔内注射から数時間後、手術全体で1.5～2.5％）で麻酔をかけた。ケタミン 65 mg kg-1 とキシラジン 13 mg kg-1 の注射）。実験中に脚の締め付けと角膜反射を評価することで深い麻酔を確保し、必要に応じて追加のウレタン (0.2 ～ 0.6 mg g-1) を投与しました。マウスを特注の加熱プラットフォーム上で温め、気管切開を行って呼吸チューブを挿入した。頭蓋手術は頭部を約30°下向きに固定した状態で実施した。頸椎傍脊柱筋を除去し、頭蓋骨と第一頸椎を露出させた。小脳小葉 VI ～ IX の上の頭蓋骨を歯科用ドリルで切断し、小脳の後部と小脳 VII ～ X 付近を静かに吸引して脳幹の背側表面を露出させました。出血が止まった後、カスタムメイドのチタンヘッドポストを後部領域の表面と平行に頭蓋骨に取り付けました。ポストの前部は接着セメント (C&B Metabond; Parkell) で頭蓋骨に固定され、後部は接着剤で皮膚に密閉されました。 KwikSil 接着剤 (World Precision Instruments) の小滴を脳幹の表面に塗布し、円形のカバースリップ (Warner Instruments、サイズ no. 0、5 mm) から切り取った扇形の頭蓋窓を脳幹の高さまで下げました。脳幹の表面。後部領域の表面と平行になるように頭蓋窓の角度を調整し、マイクロマニピュレーター (World Precision Instruments) を使用して圧力を加えました。動きアーチファクトのない安定した準備をするには、この段階で血流を妨げるために窓に十分な圧力を加える必要があるため、下小脳脚の静脈内の血流を注意深く監視しました。頭蓋窓をメタボンドセメントで頭蓋骨と頭柱にさらに固定しました。マイクロマニピュレーターは、下小脳脚の静脈内の血流がもはや妨げられないように脳にかかる圧力を部分的に解放することによって決定されるように、セメントが硬化した後に取り外された。手術の成功率を高めるために、マウスには手術の早い段階で PBS (300 μl) を静脈内注射するか、ノーズコーンを通じて酸素を投与することがよくありました。

二光子カルシウムイメージングは、圧電対物レンズ Z ステッパー (P-915、Physik Instrumente) とオリンパス ×25 水浸対物レンズ (NA 1.0、WD 8mm）。 Olympus FluoView ソフトウェアを使用して 2 光子画像を収集しました。分散補償機能を備えた Ti:サファイアレーザー (MaiTai eHP DeepSee、SpectraPhysics) を 975 ～ 1,020 nm に調整し、蛍光発光を 570 nm のロングパスダイクロイックと、GFP および GCaMP6m シグナル用の 495 ～ 540 nm のバンドパスフィルターでフィルターしました。 jRGECO1a 信号には 575 ～ 645 nm または 575 ～ 725 nm のバンドパスフィルターが使用されます。体積イメージング (1.25 Hz、解像度 512 × 512 ピクセル) は通常、80 または 100 μm 離れた 5 つの焦点面で構成され、広い NTS 領域 (509.12 × 509.12 × 320 μm) をカバーし、実験あたり約 2,800 個のニューロンの同時記録を可能にしました。拡張データ内のニューロン図 1a ～図 1c は、10 ～ 12.5 Hz で単一焦点面上で画像化されました。対物レンズの前部開口部で測定されたレーザー出力は 35 ～ 90 mW で、頭蓋窓の品質と画像深さに依存しました。頭蓋窓と顕微鏡対物レンズの前レンズを平行に配置するために、マウスを注意深くヘッドポストクランプ上に配置した。解剖学的軸が顕微鏡の検出器と確実に一致するように、ポストリーマ領域をランドマークとして使用してヨーとロールの寸法をさらに微調整しました。

機械的な臓器の拡張は、前述のように、ラテックスバルーンの膨張によって達成されました（Braintree Scientific、胃については 73-3479、他のすべての臓器については 73-3478）。小さなげっ歯類の給餌針 (Cadence Science、9920) がバルーンの内側に取り付けられ、シリコンチューブで注射器に接続され、液体注入による正確な容量制御が可能になりました。口腔の拡張は、口の中に配置されたバルーンを頭蓋底に対して膨張させることによって達成されました。胃拡張の場合、胃の内容物が除去され、腺状胃の大弯に小さな切開が行われました。バルーンを胃の前庭部に進め、切開部位の周囲を縫合糸で固定した。拡張データ図 7g–i では、前胃の拡張には前胃に埋め込まれたバルーンの膨張が含まれていました。十二指腸の拡張は、幽門括約筋の切開を通して十二指腸球部にバルーンを配置することによって達成され、縫合糸によって括約筋に固定された。機械的刺激が十二指腸または胃のみに確実に隔離されるようにするために、幽門括約筋の周囲にほぼ完全な円形の切開が行われ、次に括約筋の周囲に縫合糸が結ばれ、これにより胃の内容物の流出も防止されました。空腸バルーンを、小腸の約４０ｍｍ（トライツ靱帯の周囲）および幽門括約筋から９０ｍｍ遠位に配置した。盲腸バルーンを盲腸と結腸の接合部の切開を通して配置し、縫合糸で固定しました。すべてのバルーンに取り付けられたチューブは接着剤で皮膚に固定されました。図4a、bおよび拡張データ図10では、イメージングの前に、600μlの胃ストレッチ、115μlの十二指腸ストレッチ、115μlの空腸ストレッチ、および8秒間の喉頭水灌流をマウスに適用した。

喉頭灌流は、変更を加えた以前のプロトコルに基づいていました12。甲状軟骨の下の約５軟骨輪で気管切開を行い、カニューレ（ＰＥ５０チューブ、Braintree Scientific）を切開部位を通して甲状腺に向かって前進させた。張力を軽減するために、灌流カニューレと呼吸チューブの間にある追加の軟骨輪を 1 つ取り外しました。追加の Kwik-Sil シリコーン接着剤を気管、カニューレ、呼吸チューブの周囲に塗布して位置を固定し、刺激中の機械的変位を回避し、組織接着剤を塗布してカニューレを皮膚に固定しました。図 1g、h および拡張データ図の刺激の場合。３時間、１日および１０時間、蠕動ポンプを使用して、喉頭カニューレを通してＰＢＳを絶えずゆっくりと灌流した。刺激のために、灌流液を高塩類（10×PBS）、25 mM クエン酸（pH 2.6）または水に24秒間（図1g、hおよび拡張データ図3h、i）または8秒間切り替えました（流量を変更せずに拡張データ図 10)。刺激間の間隔は96秒(図1g、hおよび拡張データ図3h、i)または40秒(拡張データ図10)であり、各刺激は同じマウスで2回繰り返されました。他の図における喉頭刺激の場合、シリコンチューブで喉頭カニューレに接続されたシリンジを通じて、100μlの水ボーラスが送達された。

十二指腸に化学物質を適用するために、カニューレを幽門括約筋の切開を通して十二指腸球部に挿入し、括約筋の周囲を縫合糸で固定した。シリコンチューブで作製した出口ポートを括約筋の１．５ｃｍ遠位に作成した。生理食塩水(HBSS)およびグルコース(HBSS中0.3M)を含む刺激を、個々のカニューレを通して送達した(40秒間で100μl)。生理食塩水反応は、各イメージングセッションの最後に検査され、出口ポートの閉塞および関連する機械的膨張によるバックグラウンド反応の欠如を確認しました（拡張データ図4c、d）。

Nanoject III インジェクターを使用して、ビククリンメチオジド (Millipore-Sigma、14343) を 2 回注射しました (各 100 pmol、50 nl リンゲル液中、3 nl s-1)。1 回目は腹部の下 100 μm に、2 回目は腹部の下 100 μm に注射しました。脳幹表面は腹部より尾側に約 0.3 mm、外側に約 0.3 mm あります。ビククリンまたは CNO 注射を受けたマウスには、残りの実験全体を通して機械換気を行い、ビククリン注射後 30 分以内にイメージングを実行しました。 CNO（PBS中0.1 mg ml-1、2 mg kg-1腹腔内注射、Tocris）をカルシウムイメージングの15分前に注射し、CNO誘発性無呼吸を示さなかった1匹のマウス（9匹中）を除外した。横隔膜下迷走神経切開術（図1d）は、スプリングハサミ（Fine Science Tools、15000-04）を使用して両側に実行され、左右の迷走神経の肝臓枝の上に切断が行われました。さまざまな cre 対立遺伝子を含むマウスでカルシウムイメージング実験が行われ、結果がプールされました。

横方向の動きは、Suite2P および/または TurboReg65、66 を使用して参照画像に時系列を登録することで補正されました。補正された時系列全体で平均化された画像を使用して、jRGECO1a 標識神経核の輪郭を描くテンプレートを生成しました。これは、前述した高速正規化相互相関ルーチンを使用して半自動的に検出されました 39,67。簡単に言うと、平均化された画像は、平均的な核のサイズに近いサイズのカーネルに対して相互相関されました。次に、この画像を使用して、jRGECO1a 標識された核の境界を示すバイナリマスクを生成しました。次にマスクを目視検査し、エラーを手動で修正しました。蛍光強度 (Ft) は、対象領域の境界内のすべてのピクセルの強度を平均することによって抽出されました。ベースライン蛍光 (F0) は、刺激開始前の 24 秒間の jRGECO1a 蛍光を平均することによって決定され、この刺激前のベースライン期間 (s0) の標準偏差が決定されました。 ΔF/F は次のように計算されました。

光退色などの非定常効果を除去するために、十二指腸の化学的灌流を除いて、ΔF/F トレースの傾向を除去しました。各ニューロンの応答閾値 (θ) は 2.5 × s0 + F0 として設定されました。ニューロンは、刺激期間中の ΔF/F が (1) 連続 3 フレームを超えて θ を上回り、(2) θ を上回る標準偏差 (s0') の 2 倍を超えた場合に、機械的刺激に対して陽性反応を示したとみなされました。刺激開始前の 7 フレームの平均蛍光強度 (F0') と、少なくとも 2 つの連続フレームの θ。刺激期間と刺激オフセット後の 20 フレーム間の ΔF/F が、(1) 連続 4 フレームを超えて θ を超え、(2) 標準の 2 倍より高かった場合、ニューロンは化学刺激に対して陽性反応を示したとみなされました。刺激開始前の 25 フレームの平均蛍光強度 (F0'') を上回る偏差 (s0'')、および少なくとも 2 つの連続フレームの θ。応答は手動で検査され、まれに (2.94%)、モーションアーチファクト、トレンド除去やデブリによる光路の物理的障害によって修正できない大幅なベースラインドリフトにより応答が除外されました。図3cおよび拡張データ図3f、g、iで報告された応答は、平滑化後の対応する期間（機械的刺激の刺激期間および刺激期間と化学的刺激の刺激オフセット後の20フレーム）中の最大ΔF / Fマイナスθでした。 ΔF/F は 5 フレームの移動平均を使用します。十二指腸グルコースを含む実験では、あらゆる刺激に応答する少なくとも 5 つのニューロンを含む視野 (FOV) がさらなる分析に使用されました。他のすべての実験では、分析されたすべての刺激に対して少なくとも 2 つの応答ニューロンを含む FOV が使用されました。

ニューロンの空間分布は、すべての胃の伸張反応性ニューロン（図2bおよび拡張データ図1、7b、d、8）、胃部位2の伸張反応性ニューロン（拡張データ図7h）、十二指腸グルコース反応性ニューロン（図2d）、十二指腸伸張反応性ニューロン（図2g）、jRGECO1a陽性、Cre陰性ニューロン（拡張データ図6b）、ゆっくりと適応するニューロン（拡張データ図2e）またはニューロン同じ FOV 内では交差阻害の影響を受けません (拡張データ図 10)。密度散布図 (図 2b、d、g および拡張データ図 1e、h、2e、6b、7b、d、h、8c、d、i、j、および 10a、d、g) は、以前に公開されたアルゴリズム 68 を使用して、刺激ペア間の分離を明らかにします。これらのプロットには、2 つの刺激のうちの 1 つによって選択的に活性化されたニューロンが含まれており、カラースケールは、異なる臓器間で個別に調整された、示された刺激に選択的に反応したニューロンの密度を示しています。 2つの異なる刺激に応答したニューロン間の空間的分離は、同じ刺激または異なる刺激に応答したニューロン間のすべてのペアごとの距離を使用して定量化されました（拡張データ図7f）。ニューロン密度の局所的な変動を制御するために、各 FOV で観察された応答頻度 (シャッフル)。同様に、ニューロンとブートン間の分離（拡張データ図 8l）は、同じ構造（ニューロン間またはブートン間）または異なる構造間（ニューロン対ブートン）間のすべてのペアワイズ距離を使用して定量化され、比較されました。各 FOV (シャッフル) で観察された応答周波数に基づいて、ニューロンまたはボタンの ID がランダムに割り当てられたシミュレーションからのデータ。分離指数（SI）を使用して、同じ動物セット内の2つの異なる刺激に応答したニューロン間の空間的分離の程度を定量化しました（図2e、hおよび拡張データ図7e、i）。 SI は、異なる応答を持つニューロンまでの平均距離と同様の応答を持つニューロンまでの平均距離の差として各ニューロンに対して計算され、応答シャッフル後のニューロン距離によって正規化され、次のように計算されます。同じ画像内で、X、Y はそれぞれ刺激 A と刺激 B に反応するニューロンの位置を示します。簡単にするために、Z = (X1, …, Xn, Y1, …, Ym) と書き、W を {1, 2, …, n + m} の 1,000 個の独立したランダムな順列のセットとします。刺激 B を表すニューロンに対する刺激 A を表すニューロンの SI は、次のように計算されます。

複数の画像にわたる SI を計算する場合、シャッフルされたデータの平均 (分母) で割られる前に、すべての実験にわたるニューロンの実データの平均 (分子) が計算されます。刺激ペアの空間分析では、各刺激に選択的に調整された少なくとも 2 つのニューロンを含む FOV がさらなる分析に使用されました。図2bではサンプルサイズが可変であったため、各刺激ペアに対して同数のマウスをコンピュータでランダムに選択することを含む追加の分析が実行され、同様の結果が観察されました（拡張データ図7b）。

濃縮指数を使用して、各刺激に応答するCre定義のNTS細胞タイプの相対組成を定量化しました（拡張データ図6d）。あらゆる刺激に反応するニューロンのみが含まれていました。 \({P}_{{{\rm{Cre}}}^{+}}\) は刺激 A に反応する Cre 陽性ニューロンの割合であり、\({P}_{{{\rm{Cre }}}^{-}}\) は、同じ動物群内の刺激 A に反応する Cre 陰性ニューロンの割合です。濃縮指数は次のように計算されました。

図 4a では、反応は次の順序で測定されました:胃の膨満 (dS1)、十二指腸の膨満 (dD1)、胃と十二指腸の同時膨満 (dM1)、2 番目の胃の膨満 (dS2)、2 番目の十二指腸の膨満 (dD2)、および 2 番目の同時胃および十二指腸の拡張 (dM2)。ニューロンは、以下の基準が満たされる場合にのみ、刺激混合物によって抑制されると分類されました：（1）十二指腸反応については、（1）dM1 < dD1、（2）dM2 < dD2、および（3）（dM1 + dM2）/2 < dD2。または、胃の反応の場合、(1) dM1 < dS1、(2) dM2 < dS2、および (3) (dM1 + dM2)/2 < dS2 69。拡張データ図 10 の喉頭水と空腸の拡張を含む交差阻害実験についても同じ分析を実行しました。マウスごとの分析には、刺激混合物によって抑制されたニューロンまたは抑制されなかったニューロンの個別の応答定量化が含まれ、両方の応答があったすべての動物が含まれていました。タイプが観察されました。

拡張データ図 8 では、緑色チャネルへの H2B-jRGECO1a の弱い滲み出し蛍光が、計算および手動キュレーションによって除去されました。残留 GFP シグナルのエッジは、Canny エッジ検出アルゴリズムを使用して検出され、各 GFP 陽性ブートンの重心が決定され、ニューロンの応答特性や画像の方向を知らされていない実験者によって手動でキュレーションされました。神経支配の領域は、神経反応およびトレーサー注入部位を知らされていない実験者によって手動で決定されました。解析は、最も分離された神経反応を含むイメージングスタックの焦点面で実行されました。複数の刺激に応答した多重同調ニューロンからのデータは、対応するすべての刺激グループに含まれていました。すべての分析は、FOV 内の神経反応を盲検化して行われました。

統計分析はGraphPad Prism (GraphPad Software)を使用して実行され、統計検定とサンプルサイズは図の凡例で報告されています。すべての反復は生物学的であり、すべての統計検定は両側検定です。サンプルサイズを事前に決定するために統計的手法は使用されておらず、これは当分野の以前の専門知識や出版物に基づいていました8、14、34。研究者らは、軸索神経支配の手動決定（拡張データ図 8）を除いて、グループの割り当てについて盲検化されませんでした。これは、グループの割り当てとニューロンの応答について盲検化されて実行されました。図3および拡張データ図1d〜iの実験グループに動物をどのように割り当てるかを決定するためにランダム化の方法は使用されておらず、他のすべての分析には同じ動物における刺激の比較が含まれていました。図１〜図４において、 1f、h、3bでは、対応する図の刺激に応答するすべてのニューロンの最大ΔF/F値を比較することによって、各刺激ペアのピアソン相関係数を計算しました。

研究デザインの詳細については、この記事にリンクされている Nature Research レポートの概要をご覧ください。

合理的な要求に応じて、生の画像データを入手できます。ソースデータはこのペーパーに付属しています。

Seurat (4.0.5)、R (4.1.1)、ImageJ (1.52q)、Matlab (R2020a)、Processing (4.0a3)、Python (3.9.4)、OpenCV (4.5.1)、および GraphPad Prism (9.0. 2) データ分析に使用されました。生成されたすべてのコードは、合理的な要求に応じて利用可能になります。

この論文の訂正が公開されました: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05414-5

Vassar, R. et al. 嗅球への感覚投影の地形的組織化。セル 79、981–991 (1994)。

CAS PubMed Google Scholar

Ressler, KJ、Sullivan, SL & Buck, LB 嗅覚系における情報コーディング: 嗅球における定型的で高度に組織化されたエピトープマップの証拠。セル 79、1245–1255 (1994)。

CAS PubMed Google Scholar

Hubel, DH & Wiesel, TN 猫の視覚野における受容野、両眼相互作用および機能的構造。Ｊ．Ｐｈｙｓｉｏｌ． 160、106–154 (1962)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bao, P.、She, L.、McGill, M.、Tsao, DY 霊長類の下側頭皮質のオブジェクト空間のマップ。ネイチャー 583、103–108 (2020)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ohki, K.、Chung, S.、Ch'ng, YH、Kara, P. & Reid, RC 細胞分解能による機能イメージングにより、視覚野の正確な微細構造が明らかになります。 Nature 433, 597–603 (2005)。

ADS CAS PubMed Google Scholar

Penfield, W. & Boldrey, E. 電気刺激によって研究された人間の大脳皮質における体性運動および感覚表現。 Brain 60、389–443 (1937)。

Google スカラー

Chang、RB、Strochlic、DE、Williams、EK、Umans、BD & Liberles、SD 呼吸を差次的に制御する迷走神経感覚ニューロンのサブタイプ。セル 161、622–633 (2015)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ウィリアムズ、EK他。消化器系の伸びや栄養素を検出する感覚ニューロン。セル 166、209–221 (2016)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ハン、W.ら。腸が誘導する報酬のための神経回路。セル 175、887–888 (2018)。

CAS PubMed Google Scholar

タン、HE et al. 腸と脳の軸は砂糖の好みを媒介します。ネイチャー 580、511–516 (2020)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Prescott、SL & Liberles、SD 迷走神経の内部感覚。ニューロン 110、579–599 (2022)。

CAS PubMed Google Scholar

プレスコット、SL、ユーマンズ、BD、ウィリアムズ、EK、ブルスト、RD & リベレス、SD 迷走神経求心性神経の徹底的な遺伝子制御によって明らかにされた気道保護プログラム。セル 181、574–589.e14 (2020)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

キム、DY 他摂取の機械感覚フィードバック制御のための神経回路機構。ネイチャー 580、376–380 (2020)。

ADS CAS PubMed Google Scholar

Zhao、Q.ら。迷走神経内受容システムの多次元コーディングアーキテクチャ。 Nature 603、878–884 (2022)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bai、L.ら。摂食を制御する迷走神経感覚ニューロンの遺伝的同定。セル 179、1129–1143.e23 (2019)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kupari, J.、Haring, M.、Agirre, E.、Castelo-Branco, G. & Ernfors, P. 迷走神経感覚ニューロンとその分子特殊化のアトラス。セル担当者 Rev. 27、2508–2523.e4 (2019)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Powley、TL & Phillips、RJ 胃の満腹感は容積によるものであり、腸の満腹感は栄養によるものです。生理。振る舞い。 82、69–74 (2004)。

CAS PubMed Google Scholar

Smith, DV & Hanamori, T. ハムスター上喉頭神経線維における味覚感受性の組織化。 J. Neurophysiol. 65、1098–1114 (1991)。

CAS PubMed Google Scholar

Saper, CB 中枢自律神経系: 意識的な内臓知覚と自律パターン生成。アンヌ。神経科学牧師。 25、433–469 (2002)。

CAS PubMed Google Scholar

JF ペイトンシャーピー・シェーファー賞講演: 孤束核: 構造の統合。経験値生理。 84、815–833 (1999)。

CAS PubMed Google Scholar

Katz, DM & Karten, HJ ハトの孤束核内の内臓表現、Columba livia。 J.コンプ。ニューロール。 218、42–73 (1983)。

CAS PubMed Google Scholar

Altschuler, SM、Bao, XM、Bieger, D.、Hopkins, DA & Miselis, RR ラットの上部消化管の内臓部位の表現：孤独な三叉神経路と脊髄三叉路の感覚神経節と核。 J.コンプ。ニューロール。 283、248–268 (1989)。

CAS PubMed Google Scholar

Zhang, X.、Fogel, R. & Renehan, WE 孤独管の核における胃および腸の感受性ニューロンの形態と機能の関係。 J.コンプ。ニューロール。 363、37–52 (1995)。

CAS PubMed Google Scholar

IJ Llewellyn-Smith および Verberne、AJM (編著) 自律機能の中央調節 (Oxford Univ. Press、2011)。

Rinaman, L.、Baker, EA、Hoffman, GE、Stricker, EM & Verbalis, JG 満腹感のある食事の摂取後のラットにおける髄質 c-Fos の活性化。午前。Ｊ．Ｐｈｙｓｉｏｌ． 275、R262–R268 (1998)。

CAS PubMed Google Scholar

Emond, M.、Schwartz, GJ & Moran, TH 食事関連刺激は、孤独管の核における c-Fos 活性化を示差的に誘導します。午前。Ｊ．Ｐｈｙｓｉｏｌ．レギュラー。統合します。コンプ。生理。 280、R1315–R1321 (2001)。

CAS PubMed Google Scholar

高木 S.、梅崎 T.、新 T. 異なる性質を持つ喉頭求心性神経の猫 NTS ニューロンへの収束。脳解像度ブル。 38、261–268 (1995)。

CAS PubMed Google Scholar

Andresen, MC、Fawley, JA & Hofmann, ME 孤独路核におけるグルタミン酸作動性求心性シナプス伝達のペプチドと脂質の調節。フロント。神経科学。 6、191 (2012)。

PubMed Google Scholar

ダナ、H. et al. 神経活動を画像化するための高感度赤色タンパク質カルシウムインジケーター。 eLife 5、e12727 (2016)。

PubMed PubMed Central Google Scholar

ファルヒ、SL 他急性脳スライスにおける広範囲の全光学的神経生理学。 J. Neurosci. 39、4889–4908 (2019)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ルートヴィッヒ、MQ et al. マウスの背側迷走神経複合体の遺伝子地図と肥満におけるその役割。ナット。メタブ。 3、530–545 (2021)。

CAS PubMed Google Scholar

Isaacson, JS & Scanziani, M. 抑制が皮質活動をどのように形作るか。ニューロン 72、231–243 (2011)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

リュー、BHら。広範な阻害は、マウスの単純細胞における入力ダイナミックレンジを拡大することにより、配向選択性を鋭くします。ニューロン 71、542–554 (2011)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

一木達也ほか腸の浸透圧変化の感覚表現と検出メカニズム。ネイチャー 602、468–474 (2022)。

ADS CAS PubMed Google Scholar

Rothschild, G. & Mizrahi, A. 脳マップにおける世界的な秩序と局所的な無秩序。アンヌ。神経科学牧師。 38、247–268 (2015)。

CAS PubMed Google Scholar

Luo, L. & Flanagan, JG 連続および離散ニューラルマップの開発。ニューロン 56、284–300 (2007)。

CAS PubMed Google Scholar

テーク、KRら。ソマトスタチンニューロンの疎なネットワークによる内臓感覚シグナルの広範な抑制性ゲート。 J. Neurosci. 39、8038–8050 (2019)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wasserman, AM、Ferreira, M. Jr、Sahibzada, N.、Hernandez, YM & Gillis, RA 腹外側 NTS における GABA 媒介神経伝達は、ラットの呼吸調節に役割を果たしています。午前。Ｊ．Ｐｈｙｓｉｏｌ．レギュラー。統合します。コンプ。生理。 283、R1423–R1441 (2002)。

CAS PubMed Google Scholar

Chen, X.、Gabitto, M.、Peng, Y.、Ryba, NJ & Zuker, CS 哺乳類の脳における味覚特性の味覚マップ。サイエンス 333、1262–1266。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Garg, AK、Li, P.、Rashid, MS & Callaway, EM 色と向きは、霊長類の一次視覚野で共同してコード化され、空間的に組織化されています。サイエンス 364、1275–1279 (2019)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Petersen, CC バレル皮質の機能組織。ニューロン 56、339–355 (2007)。

CAS PubMed Google Scholar

Feinberg, EH & Meister, M. マウス上丘の方向カラム。 Nature 519、229–232 (2015)。

ADS CAS PubMed Google Scholar

Stettler, DD & Axel, R. 梨状皮質における匂いの表現。ニューロン 63、854–864 (2009)。

CAS PubMed Google Scholar

Rothschild, G.、Nelken, I. & Mizrahi, A. マウス一次聴覚野の機能組織と集団動態。ナット。神経科学。 13、353–360 (2010)。

CAS PubMed Google Scholar

Chklovskii, DB & Koulakov, AA 脳内の地図: そこから何を学べるか? アンヌ。神経科学牧師。 27、369–392 (2004)。

CAS PubMed Google Scholar

チェン、J.ら。摂食を刺激する迷走神経-NTS 神経経路。カー。バイオル。 30、3986–3998.e3985 (2020)。

CAS PubMed Google Scholar

チェン、W.ら。マウスの孤束核のカルシトニン受容体ニューロンは、摂食の非嫌悪性抑制を介してエネルギーバランスを制御します。細胞メタブ。 31、301–312.e305 (2020)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ジャービー BC およびパルミター RD 後脳の HSD2 ニューロンはナトリウム食欲を促進します。ナット。神経科学。 20、167–169 (2017)

CAS PubMed Google Scholar

Roman, CW、Derkach, VA & Palmiter, RD 遺伝的および機能的に定義された、拒食症を媒介する NTS から PBN への脳回路。ナット。共通。 7、11905 (2016)。

ローマ、CW、スロート、SR & パルミター、RD 2 つの回路の物語: CCK(NTS) ニューロン刺激は食欲を制御し、異なる脳領域への投影によって反対の動機状態を誘導します。神経科学 358、316–324 (2017)。

CAS PubMed Google Scholar

D'Agostino, G. et al. 食欲は、視床下部神経回路に至る孤独管のコレシストキニン核によって制御されます。 eLife 5、e12225 (2016)。

PubMed PubMed Central Google Scholar

レッシュ、JMら。 NTS のアルドステロン感知ニューロンは、状態依存的なペースメーカー活動を示し、アンジオテンシン II シグナル伝達との相乗効果によってナトリウム食欲を促進します。ニューロン 96、190–206.e197 (2017)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

アクラン、I.ら。 NTS カテコールアミンニューロンは、内側視床下部摂食経路を介して低血糖による空腹感を媒介します。細胞メタブ。 31、313–326.e315 (2020)。

CAS PubMed Google Scholar

ゲイケマ、RP 他マウスのプレプログルカゴン産生ニューロンの活性化により、食物摂取量と体重が減少します。Ｊ．クリン．投資する。 127、1031–1045 (2017)。

Shi、Xら。 GLP-1 発現ニューロンの急性活性化は、グルコース恒常性とインスリン感受性を促進します。モル。メタブ。 6、1350–1359 (2017)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ヘリング、M.ら。後角のニューロンアトラスはその構造を定義し、感覚入力を転写細胞タイプに結び付けます。ナット。神経科学。 21、869–880 (2018)。

PubMed Google Scholar

Zhang、M.ら。 MERFISH によるマウス一次運動野の空間分解細胞アトラス。ネイチャー 598、137–143 (2021)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Park, J. et al. in situ トランスクリプトミクスデータから細胞セグメンテーションを行わずに細胞型を推定します。ナット。共通。 12、3545 (2021)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hafemeister, C. & Satija, R. 正則化された負の二項回帰を使用した単一細胞 RNA-seq データの正規化と分散の安定化。ゲノムバイオル。 20、296 (2019)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Butler, A.、Hoffman, P.、Smibert, P.、Papalexi, E.、Satija, R. さまざまな条件、技術、種にわたる単一細胞トランスクリプトームデータの統合。ナット。バイオテクノロジー。 36、411–420 (2018)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Satija, R.、Farrell, JA、Gennert, D.、Schier, AF & Regev, A. 単一細胞遺伝子発現データの空間再構成。ナット。バイオテクノロジー。 33、495–502 (2015)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bai、L.ら。皮膚のストロークに敏感な拡張性機械受容器の遺伝的同定。セル 163、1783 ～ 1795 (2015)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lee、H.、Macpherson、LJ、Parada、CA、Zuker、CS、Ryba、NJP 味覚システムの再配線。ネイチャー 548、330–333 (2017)。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kuehn、ED、Meltzer、S.、Abraira、VE、Ho、CY & Pinty、DD 哺乳類の低閾値機械受容器のタイリングおよび体性局所アラインメント。手順国立アカデミー。科学。米国 116、9168 ～ 9177。

ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

パチタリウ、M.ら。 Suite2p: 標準的な二光子顕微鏡法で 10,000 個を超えるニューロン。 bioRxiv https://doi.org/10.1101/061507 でプレプリント (2016)。

Thevenaz, P.、Ruttimann, UE & Unser, M. 強度に基づいたサブピクセル登録へのピラミッドアプローチ。 IEEEトランス。画像処理。 7、27–41 (1998)。

ADS CAS PubMed Google Scholar

Ran, C.、Hoon, MA、Chen, X. 脊髄における皮膚温度のコーディング。ナット。神経科学。 19、1201–1209 (2016)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ailers, PH & Goeman, JJ 平滑化された密度による散布図の強化。バイオインフォマティクス 20、623–628 (2004)。

CAS PubMed Google Scholar

Xu、L.ら。末梢嗅覚コーディングにおける広範な受容体駆動の調節。サイエンス 368、eaaz5390 (2020)。

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

リファレンスをダウンロードする

pAAV-Cag-Flex-synaptophysin-Gfp ベクターを提供してくださった S. Arber に感謝します。 R. Brust、Y. Wang、J. Zhu、G. Mahler、およびボストン小児病院細胞画像コア施設のスタッフが実験を支援。原稿に対するコメントとして、Q. Zhao、W. Su、M. Schappe、S. Prescott、C. Zhang、および M. Hayashi がコメントを寄せてくれました。この研究は、SDL への NIH 助成金 (DP1 AT009497、R01 DK122976 および R01 DK103703)、食物アレルギー科学イニシアチブ、レナードおよびイザベル・ゴールデンソン博士研究員フェローシップ、ハーバード脳科学イニシアティブ若手研究者移行賞、および米国糖尿病協会によって支援されました。 CRSDL の博士研究員は、ハワードヒューズ医学研究所の研究者です。

米国マサチューセッツ州ボストン、ハーバード大学医学部ハワード・ヒューズ医学研究所細胞生物学部

チェン・ラン、ジャック・C・ベッチャー、ジュディス・A・ケイ、キャサリン・E・ガローリ、スティーブン・D・リベレス

PubMed Google Scholar でこの著者を検索することもできます

CR と SDL は実験を設計しました。 CR がすべての実験を実行しました。 CR、JCB、および CEG は、細胞型固有の画像データと迷走神経軸索追跡データを分析しました。 JAK は単核 RNA 配列データを分析しました。 CR は他のすべての実験を分析しました。 CR と SDL が原稿を書きました。

Stephen D. Liberles への通信。

SDL は Kalyope のコンサルタントです。他の著者は競合する利益を宣言していません。

Nature は、この研究の査読に貢献してくれた Alexander Chesler 氏、Ulrika Marklund 氏、およびその他の匿名の査読者に感謝します。査読者レポートが利用可能です。

発行者注記 Springer Nature は、発行された地図および所属機関の管轄権の主張に関して中立を保っています。

ａ、マウスにＨ２Ｂ−ｊＲＧＥＣＯ１ａおよびＧＣａＭＰ６ｍをコードするＡＡＶをＮＴＳ内に注射し、その後ＮＴＳイメージングを行って胃膨張誘発カルシウム過渡現象を測定した。一連の胃拡張に対する H2B-jRGECO1a (左) と GCaMP6m (右) の両方の応答を示した 74 個の NTS ニューロン (マウス 2 匹) のすべての時間分解応答を示すヒートマップ (太さが増加する緑色のバー: 150、300、600) 、および900μl）、白いバー：10秒。 b、個々のニューロンの正規化されたΔF/Fを経時的に示す代表的なトレース（左右の同じニューロン）、スケールバー：10秒。 c、900μlの胃拡張に反応するNTSニューロンの最大ΔF/F。 d. マウスのNTSに、2週齢（左）および5週齢（右）でH2B-jRGECO1aをコードするAAVを注射し、その後NTSイメージングを実施した。 NTS における H2B-jRGECO1a 蛍光の代表的な二光子画像 (横断面図)。ニューロンは、喉頭水（青、100 μl）、胃の伸長（緑、150、300、600、または 900 μl に対するピーク応答）、または十二指腸の伸長（赤、ピーク）に対する閾値を超える相対的なピーク応答振幅に基づいて色分けされます。 90、115、または140μlへの応答）、スケールバー：100μm。 e、示された刺激に選択的に反応するニューロンの位置は、胃の伸展反応ニューロンの重心に対応する軸原点でグラフ化されています、左上：695ニューロン、4マウス、左下：1106ニューロン、4マウス、右上：2331ニューロン、 8匹のマウス、右下：2215個のニューロン、6匹のマウス、カラースケールはニューロン密度を示す（方法を参照）、軸長：150μm、R：吻側、M：内側。 f、胃拡張、十二指腸拡張、または喉頭水のいずれかに単独で調整されたニューロンのパーセンテージの定量化、ドット：個々のマウス、n：4（左）、8（右）、平均±sem。 g、ウレタン（2.2〜2.6 mg/mg）またはイソフルラン（1.5％〜2.5％）で麻酔したマウスのNTS（横断面）におけるH2B-jRGECO1a蛍光の代表的な二光子画像。ニューロンは、喉頭水（青、100 μl）、胃の伸長（緑、150、300、600、または 900 μl に対するピーク応答）、または十二指腸の伸長（赤、ピーク）に対する閾値を超える相対的なピーク応答振幅に基づいて色分けされます。 90、115、または140μlへの応答）、スケールバー：100μm。 h、示された刺激に選択的に反応するニューロンの位置は、胃のストレッチ反応ニューロンの重心に対応する軸原点でグラフ化されています、左上：49匹のマウスからランダムに選択された8匹のマウスの1136個のニューロン、左下：ランダムに選択された9匹のマウスの2525個のニューロン98匹のマウスから、右上：1010ニューロン、8マウス、右下：1707ニューロン、9マウス、カラースケールはニューロン密度を示す（方法を参照）、軸長：150μm、R：吻側、M：内側。ｉ、胃拡張、十二指腸拡張、または喉頭水のいずれかに単独で調整されたニューロンのパーセンテージを定量化する。ドット：個々のマウス、ｎ：６３（左）、１０（右）、平均±標準誤差。

ソースデータ

a、10回の連続した胃拡張（緑色のバー）に対する81匹（マウス1匹）の反応NTSニューロンすべての時間分解反応（ベースラインからのjRGECO1a蛍光のΔF/Fの増加率に基づいて色分け）を示すヒートマップ。各行は個々のニューロンの応答を示し、行は応答振幅によって並べ替えられています。白いバー: 10 秒。 b、図1cに示す81個のニューロンすべてのピークΔF/Fのランク順プロット、灰色の丸：個々の試行のピーク応答振幅。赤い円: 試行全体にわたるピーク応答振幅の平均。 c、反復胃伸展に対する個々のニューロンの正規化されたΔF/Fを経時的に示す代表的なトレース（600μl、拡張速度：トライアル#1および#3では約25μl/秒、トライアル#2および##では約300μl/秒） 4）、スケールバー：10秒。 d、図1cのゆっくりと適応するニューロン（緑色）と急速に適応するニューロン（黄色）の応答期間（最大4分の1の全幅）を示すヒストグラム。 e、NTSにおけるH2B-jRGECO1a蛍光の代表的な二光子画像（横断面図）。胃の伸張に対する遅い（緑色）または急速な（黄色）適応に基づいてニューロンが擬似的に着色されている。スケールバー：100μm。 f、ゆっくりと適応するニューロンの重心に対応する軸の原点を持つ、胃の伸展にゆっくりと適応するニューロン (緑色、544 ニューロン) または急速に適応するニューロン (黄色、650 ニューロン) の位置、19 匹のマウス、カラースケールはニューロン密度を示します (方法を参照) 、軸長: 200 μm、R: 吻側、M: 内側。 g、十二指腸の伸長にも反応した、ゆっくりと適応する（緑色、13匹のマウスで289個のニューロン）および急速に適応する（黄色、13匹のマウスで493個のニューロン）胃の伸展活性化ニューロンの割合（90、115、または140μl）。 h、さまざまな程度の胃拡張に対する、ゆっくりと適応するニューロン（緑色、13匹のマウスに316個のニューロン）および急速に適応するニューロン（黄色、13匹のマウスに518個のニューロン）の反応。各ニューロンの最大 ΔF/F を 100% に正規化、平均 ± sem。

ソースデータ

a、図1eの個々のニューロンの正規化されたΔF / Fを経時的に示す代表的なトレース。 b、図1eの、異なる器官入力に選択的に応答する、または複数の同調応答を示すニューロンの割合。 c、1つ（単一同調）または> 1（多同調）器官からの刺激に応答する図1eのニューロンを示す円グラフ。 d、さまざまな刺激ペアに対する図1eの多重同調ニューロンの割合。 e、図1eの各画像化マウス（丸）における単一調整ニューロンの割合、平均±sem。 f、胃のストレッチおよび/または他の臓器の刺激に反応したニューロンの反応（閾値を超える最大ΔF/F）。各チャートは、3815 個のニューロン、21 匹のマウス（口腔対胃）、18895 個のニューロン、73 匹のマウス（喉頭対胃）、35120 個のニューロン、113 匹のマウス（十二指腸対胃）、21653 個のニューロンからランダムに選択された 300 個のニューロンの応答を示しています。ニューロン、84 マウス (空腸対胃)、および 4414 ニューロンから 22 マウス (盲腸対胃)。 g、600mlまたは900mlの胃のストレッチに反応したニューロンの反応（閾値を超える最大ΔF/F）（27125個のニューロン、103匹のマウスからランダムに選択された300個のニューロン）。 h、図1gの13個の個々のニューロンの正規化されたΔF / Fを経時的に示す代表的なトレース、スケールバー：10秒。 i、図1gの362（左）、404（中央）、および467（右）の応答性NTSニューロンの応答（しきい値を超える最大ΔF / F、方法を参照）。ピーク応答は 1 つの試験からのもの (左)、または 2 つの試験からのより大きな応答 (中央、右) でした。

ソースデータ

a、さまざまな規模の十二指腸伸張（上、271ニューロン）および空腸伸張（下、118ニューロン）に対するすべての応答NTSニューロンの時間分解応答を示すヒートマップ、6匹のマウス、白いバー：10秒。 b、刺激に反応したaのニューロンのピークΔF/F、非ゼロ勾配のF検定: ****P < 0.0001。 c、グルコース（HBSS中300 mM、紫）および生理食塩水（HBSS、オリーブ）の十二指腸灌流（24秒）に対する、応答する74個のNTSニューロン（マウス2匹）すべての時間分解応答を示すヒートマップ、スケールバー：10秒。 d、グルコースの十二指腸灌流（300 mM、濃い紫色）、十二指腸の伸張（赤色：140 μl）、および胃の伸張（600 μl、緑色）に対する、応答する492個のNTSニューロンすべて（2匹のマウス）の時間分解応答を示すヒートマップ)、白いバー: 10 秒。

ソースデータ

ac、Vgat-ires-Cre マウスに AAV9-Cag-Flex-Gfp および AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a を NTS に注射し、in vivo 二光子イメージングの準備をしました。 a、H2B-jRGECO1a (マゼンタ) および GFP (緑色、Vgat ニューロンを示す) からのネイティブ蛍光の代表的な画像が示されています。スケールバー: 100 μm。すべての緑色のセルが確実に視覚化されるように、非線形の画像調整が行われました。 b、7 匹のマウスの 1933 個の Vgat 陰性 (左) および 206 個の Vgat 陽性 (右) 反応 NTS ニューロンすべての、喉頭水灌流 (濃青色)、胃の伸張 (緑色、厚みの増加) に対する時間分解反応を示すヒートマップ。 150、300、600、および900μl）および十二指腸の拡張（赤色、厚さが増加：90、115、および140μl）、白いバー：10秒。 c、示された刺激に応答するVgat陰性およびVgat陽性ニューロンの割合を示す円グラフ。 df、Vgat-ires-Cre マウスを Rosa26-lsl-Gfp-L10a マウスと交配し、in vivo 二光子イメージング用に準備しました。 d、H2B-jRGECO1 (マゼンタ) および GFP (緑色、Vgat ニューロンを示す) からのネイティブ蛍光の代表的な画像が示されています。スケールバー: 100 μm。すべての緑色のセルが確実に視覚化されるように、非線形の画像調整が行われました。 e、5匹のマウスの喉頭水潅流（濃青色）、胃の伸展（緑色、厚みの増加）に対する、5匹のマウスの766個のVgat陰性（左）および402個のVgat陽性（右）反応NTSニューロンすべての時間分解反応を示すヒートマップ： 150、300、600、および900μl）および十二指腸の拡張（赤色、厚さが増加：90、115、および140μl）、白いバー：10秒。 f、示された刺激に応答するVgat陰性ニューロンおよびVgat陽性ニューロンの割合を示す円グラフ。

a、NTS イメージングは、Cre 依存性 Gfp 対立遺伝子と示されている Cre 対立遺伝子を含むマウスで実行されました。ネイティブ H2B-jRGECO1 (マゼンタ) および GFP (緑色) 蛍光の代表的な画像、すべての緑色細胞を確実に視覚化するために行われた非線形画像調整、スケールバー: 100 μm。 b、GFP陽性、H2B-jRGECO1a陽性ニューロン（緑）およびGFP陰性、H2B-jRGECO1a陽性ニューロン（マゼンタ）の位置。軸の原点はGFP陰性、H2B-jRGECO1a陽性ニューロンの重心に対応します。 5 Th-Cre マウスからの緑/赤ニューロンの数: 354/11748、3 Cartpt-ires-Cre マウス: 106/8235、4 Calcr-ires-Cre マウス: 756/6911、3 Pdyn-ires-Cre マウス: 1 /6747、7 Tac1-ires-Cre マウス: 456/15016、4 Penk-ires-Cre マウス: 1326/8635、3 Gcg-Cre マウス: 478/11122、3 Sst-ires-Cre マウス: 812/7149、および５Ｃｒｈｒ２－ｉｒｅｓ－Ｃｒｅマウス：３９８／１４３７７、カラースケールはニューロン密度を示す（方法を参照）、軸長：２００μｍ、Ｒ：吻側、Ｍ：内側。 c、胃の伸張、十二指腸の伸張、またはその両方に反応する、GFP陰性、H2B-jRGECO1a陽性（上）およびGFP陽性、H2B-jRGECO1a陽性（下）ニューロンの割合を示す円グラフ（複数調整）。 d, 濃縮指数は、各刺激に応答する Cre 定義の NTS 細胞タイプの相対的な組成を定量化します (方法を参照)。 e、公開された単一細胞トランスクリプトームデータに基づいて NTS ニューロンサブタイプを示す均一多様体近似および投影 (UMAP) プロット 31。 f、eから24のNTSニューロンサブタイプにわたって示される遺伝子の正規化された発現を示すドットプロット。

ソースデータ

a、NTS における H2B-jRGECO1a 蛍光の代表的な二光子画像（横断面図）。脚のつまみ（赤）および胃の伸展（緑、連続 150、300）に対する閾値を超える相対的なピーク応答振幅に基づいてニューロンが色分けされています。、600、および900μlの拡張）、スケールバー：100μm。 b、示された刺激に選択的に反応するニューロンの位置は、図3bのように図表されます。ここでの分析には、サンプルサイズを均等にするために図3bからランダムに選択された9匹のマウスが含まれます、口腔/胃：925ニューロン、喉頭/胃：1128ニューロン、十二指腸/胃：2347個のニューロン、空腸/胃：1153個のニューロン、盲腸/胃：415個のニューロン（図3bと同じデータ）、カラースケールはニューロン密度を示します（方法を参照）、軸長：150μm、R：吻側、M：内側。 c、NTSのH2B-jRGECO1a蛍光のさまざまな深さでの代表的な二光子画像（横断面図）。胃の伸展までの閾値を超える相対的なピーク応答振幅に基づいてニューロンが色分けされています（緑色、連続150、300、600、および900μlの拡張）および十二指腸伸展（赤色、連続90、115、または140μlの拡張）、スケールバー：100μm。 d、cで説明した刺激に選択的に反応するさまざまな深さのニューロンの位置が、胃の伸張反応ニューロンの重心に対応する軸の原点でグラフ化されています、0μm：455ニューロン、17マウス、80μm：2517ニューロン、46マウス、 160 μm: 4909 ニューロン、53 マウス、240 μm: 4445 ニューロン、52 マウス、320 μm: 2204 ニューロン、39 マウス、カラースケールはニューロン密度を示し、軸長: 150 μm、R: 吻側、M: 内側。 e、dのニューロンの空間的分離の定量化、平均±sem、分離指数の方法を参照。 f、同じ刺激（色付き）または異なる刺激（黒）に応答するニューロン間のペアワイズ距離。図3bのデータ（本物）をシミュレーションのデータと比較しました。シミュレーションでは、各視野（シャッフル）で観察された応答頻度に基づいてニューロン応答がランダムに割り当てられ、口腔/胃のニューロン密度の局所的変動を制御しました：1204ニューロン、11 マウス、喉頭/胃: 10610 ニューロン、57 マウス、十二指腸/胃: 28556 ニューロン、107 マウス、空腸/胃: 13050 ニューロン、66 マウス、盲腸/胃: 415 ニューロン、9 マウス、平均 ± sem、## ##P < 0.0001、応答者のタイプとシャッフルの間の二元配置分散分析における有意な相互作用、****P < 0.0001、シダック多重比較検定。 g、胃腸管内のバルーン拡張部位を描いた漫画。 h、示された刺激に反応するニューロンの位置は、胃部位 2 の膨張に反応するニューロンの重心 (座標原点) に対してチャート化されています。左: 1155 ニューロン、4 匹のマウス、右: 927 ニューロン、4 匹のマウス、軸長: 150 μm 、R: 吻側、M: 内側。 i、示された刺激に応答する時間におけるニューロンの空間分離の定量化、平均値±sem、****P < 0.0001、両側マンホイットニー検定、分離指数の方法を参照。

ソースデータ

a、喉頭 (上)、胃 (中央)、十二指腸 (下) に AAV1-Cag-Flex-Synaptophysin-Gfp を注射された Vglut2-ires-Cre マウスにおける NTS 二光子イメージングを示す漫画。 NTS の H2b-jRGECO1a。 b、左：NTS神経核（赤、jRGECO1a）および示された器官からの迷走神経軸索のボタン（緑、シナプトフィジン-GFP）の代表的な二光子画像（横断面図）。右: 喉頭水 (100 μl、青)、胃の伸展 (緑、連続 150、300、600、900 μl の拡張)、十二指腸に対する閾値を超える相対的なピーク応答振幅に基づいて色分けされた NTS ニューロンの同じ画像ストレッチ（赤、連続90、115、および140μl拡張）、R：吻側、M：内側、スケールバー：100μm。 c、喉頭（上段、濃い青色、489個のボタン、3匹のマウス）、胃（中段、濃い緑色、966個のボタン、3匹のマウス）、および十二指腸（下段、濃い赤色、891個のボタン）からの迷走神経軸索ボタンの位置、5匹のマウス）は、100μlの喉頭水（左の列、青）、胃の拡張（150、300、600、または900μl）（2番目の左の列、緑）に選択的に反応するNTSニューロンの位置とともにグラフ化されています。十二指腸の任意の膨張（90、115、または140μl）（右から2番目の列、赤色）、または空腸の任意の膨張（90、115、または140μl）（右列、オレンジ色）。上から下に描かれたニューロン: 喉頭 24、54、57、胃 209、364、555、十二指腸 91、92、109、空腸 69、59、58、軸の起点: 胃の伸展反応性ニューロンの重心、軸の長さ: 150 μm 、R: 吻側、M: 内側。 d、胃の伸展反応性ニューロンの重心に対応する軸起点を持つcからの迷走神経軸索ボタンの位置、軸の長さ：150μm、R：吻側、M：内側。 e、示された刺激に応答する任意のニューロンから可変半径内に位置する、cの喉頭（上）、胃（中央）、および十二指腸（下）からの迷走神経軸索突起の割合、平均±sem。 f、示された刺激に反応するNTSニューロンと、喉頭（上）、胃（中央）、および十二指腸（下）からの迷走神経軸索の最も近いボタンとの間の距離、平均±sem。 g、刺激に応答する NTS ニューロンのパーセンテージは、さまざまな臓器からの迷走神経軸索の神経支配領域 (方法を参照) に位置することを示しました。 h、左：AAV1-Cag-Flex-Synaptophysin-Gfpを胃に注射することによって視覚化されたNTS神経核（赤、jRGECO1a）および迷走神経軸索のボタン（緑、シナプトフィジン-GFP）の代表的な二光子画像（横断面図）。 Vglut2-ires-Cre (上)、Glp1r-ires-Cre (中央)、または Gpr65-ires-Cre (下) マウス、スケールバー: 100 μm。右: 胃の膨満に反応するニューロンを示すために、NTS ニューロンが緑色に着色された同じ画像。 i、Vglut2-ires-Creで標識された胃ニューロンの軸索ボタン（濃い緑色）の位置（上、966個のボタン、3匹のマウス、cと同じデータ）、Glp1r-ires-Cre（中央、1276個のボタン、3匹のマウス）、または Gpr65-ires-Cre (下、243 ボタン、3 マウス) マウスと胃の伸展に応答する NTS ニューロンの位置との比較、軸の原点: 胃の伸展に応答するニューロンの重心、上: 364 のニューロン (c と同じデータ) 、中央: 539 ニューロン、下: 244 ニューロン、軸長: 150 μm、R: 吻側、M: 内側。 j、i の軸索ボタンの位置。 k、胃の伸張に反応するNTSニューロンと、Vglut2-ires-Cre（fと同じデータ）、Glp1r-ires-Cre、およびGpr65-ires-Creマウスの胃からの迷走神経軸索の最も近いボタンとの間の距離、平均± sem、**P < 0.01、****P < 0.0001、クラスカル-ウォリス有意差検定後のダンの多重比較検定。１、胃の伸展に反応するＮＴＳニューロンと、示されたＣｒｅ系統からの胃ニューロンの軸索ボタンとの間のペアワイズ距離を計算し（黒）、ボタン−ボタンペアワイズ距離の平均およびＮＴＳニューロン−ＮＴＳニューロンペアワイズ差（緑）と比較した。実際のデータをシミュレーションのデータと比較しました。シミュレーションでは、ブートンまたは NTS ニューロンのアイデンティティが各視野で観察された頻度 (シャッフル) に基づいてランダムに割り当てられ、ニューロンまたはブートン密度の地域変動 (平均 ± sem、###P) が制御されました。 < 0.001、####P < 0.0001、応答者のタイプとシャッフルの間の二元配置分散分析における有意な相互作用、****P < 0.0001、シダック多重比較検定。

ソースデータ

a、Vgat-ires-Cre。 Rosa26-lsl-Gfp-L10a マウスの NTS に AAV1-Syn-H2b-jRGECO1a を注射し、ビククリンの NTS 局所投与あり (下) またはなし (上) で in vivo NTS イメージングを実行しました。ヒートマップは、喉頭水 (濃青色、100 μl)、胃の伸展 (緑色、厚さの増加: 150、300、600、900 μl) に対する Vgat 陽性 (左) および Vgat 陰性 (右) ニューロンの時間分解応答を示しています。 μl）および/または十二指腸の膨張（赤色、厚さが増加：90、115、および140μl）。上：402個のVgat陽性ニューロンおよび766個のVgat陰性ニューロン、5匹のマウス、拡張データ図5eと同じデータ。下: 365 個の Vgat 陽性ニューロンおよび 851 個の Vgat 陰性ニューロン、マウス 2 匹、白いバー: 10 秒。 b、ビククリン投与あり（下）またはなし（上、拡張データ図5fと同じデータ）で示される刺激に応答するcからのVgat陽性（左）およびVgat陰性（右）ニューロンの割合を示す円グラフ。図5f）。 c、1つ以上の器官からの刺激に反応するVgat陽性ニューロンとVgat陰性ニューロンの割合（マルチチューン）、****P < 0.0001、両側χ2検定。

ソースデータ

a、図4aのニューロンの位置は、十二指腸の伸長（上）または胃の伸長（下）に選択的に反応し、側方抑制に対する感受性に基づいて色分けされています。軸の原点：抑制されていないニューロンの重心、軸の長さ：150μm、R：吻側、M: 内側。 b、二重刺激誘発抑制を受けたニューロン（Mix < single、右）または受けなかったニューロン（Mix ≈ single、左）における動物ごとの基準で測定された、示された刺激ペアの反応抑制、データポイント：すべての平均反応変化1 匹のマウス、5 匹のマウスのニューロン。 c、胃のストレッチ（緑色、600μl）、空腸のストレッチ（黄色、115μl）、およびその両方の連続適用に対する正規化された時間分解NTSニューロン応答の平均トレース（上）またはヒートマップ（下）。空腸の伸張（左、378 ニューロン）または胃の伸張（右、1183 ニューロン）を選択的に検出したニューロンは、二重刺激誘発抑制の 2 つのグループに分類されました（ミックス < シングル; 左: オレンジ、125 ニューロン、右: 薄緑色、124 ニューロン））またはしなかった（混合 ≈ 単一; 左: 灰色、253 ニューロン、右: 濃い緑色、1059 ニューロン、8 マウス）、白いバー: 10 秒。 d、空腸の伸張（左）または胃の伸張（右）に選択的に反応するcのニューロンの位置、側方抑制に対する感受性に基づいて異なる色付け、軸の原点：抑制されていないニューロンの重心、軸の長さ：150μm、R：吻側、 M：内側。 e、示された刺激対における反応抑制は、二重刺激誘発抑制を受けた（Mix < single、右）または受けなかった（Mix ≈ single、左）ニューロンにおいて動物ごとに測定され、データポイント：すべての平均反応変化1 匹のマウス、つまり 7 匹のマウスのニューロン。 f、胃のストレッチ（緑、600μl）、喉頭水（青）、およびその両方の連続適用に対する正規化された時間分解NTSニューロン応答の平均トレース（上）またはヒートマップ（下）。喉頭水（左、119 ニューロン）または胃の伸展（右、243 ニューロン）を選択的に検出したニューロンは、二重刺激誘発抑制の 2 つのグループに分類されました（混合 < 単一、左：水色、13 ニューロン、右：薄緑色、37 ニューロン）ニューロン）またはしなかった（混合 ≈ 単一; 左: 濃い青色、106 個のニューロン、右: 濃い緑色、206 個のニューロン、3 匹のマウス）、白いバー: 10 秒。 g、喉頭水（左）または胃の伸展（右）に選択的に反応するfのニューロンの位置、側方抑制に対する感受性に基づいて色分け、軸の原点：抑制されていないニューロンの重心、軸長：150μm、R：吻側、 M：内側。 h、二重刺激誘発抑制を受けたニューロン（混合 < 単一、右）または受けなかったニューロン（混合 ≈ 単一、左）における動物ごとの基準で測定された、示された刺激ペアの応答抑制、データポイント: すべての平均応答変化1 匹のマウス、3 匹のマウスのニューロン、平均±標準誤差、*P < 0.05、** P < 0.01、****P < 0.0001、Šídák 多重比較検定。

ソースデータ

イソフルラン麻酔あり（左）またはなし（右）の同じマウスにおける in vivo NTS イメージング。

胃の膨満、十二指腸の膨満、空腸の膨満および喉頭水に対する NTS ニューロン反応の空間パターンを示す in vivo 二光子カルシウムイメージング。

オープンアクセスこの記事はクリエイティブコモンズ表示 4.0 国際ライセンスに基づいてライセンスされており、元の著者と情報源に適切なクレジットを表示する限り、あらゆる媒体または形式での使用、共有、翻案、配布、複製が許可されます。クリエイティブコモンズライセンスへのリンクを提供し、変更が加えられたかどうかを示します。この記事内の画像またはその他のサードパーティ素材は、素材のクレジットラインに別段の記載がない限り、記事のクリエイティブコモンズライセンスに含まれています。素材が記事のクリエイティブコモンズライセンスに含まれておらず、意図した使用が法的規制で許可されていない場合、または許可されている使用を超えている場合は、著作権所有者から直接許可を得る必要があります。このライセンスのコピーを表示するには、http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/ にアクセスしてください。

転載と許可

Ran、C.、Boettcher、JC、Kaye、JA 他。内臓感覚の脳幹マップ。ネイチャー 609、320–326 (2022)。 https://doi.org/10.1038/s41586-022-05139-5

引用をダウンロード

受信日: 2021 年 4 月 25 日

受理日: 2022 年 7 月 25 日

発行日: 2022 年 8 月 31 日

発行日: 2022 年 9 月 8 日

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05139-5

次のリンクを共有すると、誰でもこのコンテンツを読むことができます。

申し訳ございませんが、現在この記事の共有リンクは利用できません。

Springer Nature SharedIt コンテンツ共有イニシアチブによって提供

自然 (2023)

ネイチャーレビュー神経科学 (2022)

コメントを送信すると、利用規約とコミュニティガイドラインに従うことに同意したことになります。虐待的なもの、または当社の規約やガイドラインに準拠していないものを見つけた場合は、不適切としてフラグを立ててください。